JUNQ et IPOD

Afin de fonctionner correctement, la majorité des protéines doit préserver une structure tridimensionnelle de faible énergie, connue sous le nom d'état natif. La stabilité d'une protéine est fermement régulée au long des étapes de sa vie : depuis sa naissance (synthèse au niveau du ribosome), par l'assemblage ou au repliement, jusqu'à sa mort – lorsque la protéine est dégradée et quitte l'environnement cellulaire[6]. L'homéostasie protéique (protéostasie)[7] résulte de l'action coordonnée des différents "bras" du système de contrôle qualité cellulaire : chaperones moléculaires, protéases et autres facteurs de régulation. En conséquence, la viabilité cellulaire dépend d'une gestion efficace et dans les délais des protéines mal repliées. Une telle gestion par la machinerie de contrôle qualité inclut la reconnaissance des protéines mal repliées par les chaperones et les ubiquitine ligases, l'ubiquitination et la dégradation.

L'effondrement de la protéostasie, due à l'endommagement, le stress, les mutations et la vieillesse, s'est avéré être la base d'un grand nombre de maladies humaines communes, telles que les maladies neurodégénératives[8]. Bien que causées par différentes sortes de protéines mutées (par exemple la protéine Huntingtine dans la maladie de Huntington) et perturbant des tissus distincts (par exemple le striatum dans la maladie de Huntington), de telles maladies partagent une caractéristique commune : l'accumulation de protéines mal repliées dans les structures d'inclusion. Ainsi, on a pensé que ces structures d'inclusion étaient la cause de telles maladies. Cependant, la nature et les caractéristiques de ces structures d'inclusion intracellulaires échappaient aux chercheurs. Plusieurs sortes de protéines (comme les prions ou les substrats de dégradation des protéines associée au réticulum endoplasmique) ont été soupçonnées de former différentes sortes de structures d'inclusion (par exemple les agrésomes ou les amyloïdes) ; malgré tout on ne sait pas si ces observations se combinent en une seule et sont liées au même site sub-cellulaire. De plus, les voies conduisant à la formation de structures d'inclusion et l'implication de la machinerie cellulaire de contrôle qualité protéique étaient indéfinies et inconnues. Ainsi, il était nécessaire de faire une étude systématique fournissant une compréhension globale de l'agrégation protéique et des structures d'inclusion. La découverte de JUNQ et IPOD[3] a donné de nouveaux aperçus de comment la cellule prend en charge différentes sortes de protéines mal repliées et a offert un cadre de travail inédit pour assembler le grand "puzzle" de l'agrégation protéique[2].

Visualisation en microscopie à fluorescence des deux compartiments de contrôle qualité : le JUNQ (en vert clair, en gros), qui est attaché au noyau (en orange), et l'IPOD (en vert clair, en plus petit), qui est attaché à la vacuole (ombre noire).

Le sort des protéines mal repliées et le processus menant à la formation d'inclusions d'agrégats ont été en premier lieu étudiés en utilisant des méthodes biochimiques (par exemple le Western blot).

Un aperçu plus approfondi du processus biologique du contrôle qualité des protéines et de l'agrégation a été possible par une approche innovante du problème, appelée "Imagerie des Cellules Vivantes" ("Live Cell Imaging" en anglais)[9].

L'ICV permet de suivre les protéines in vivo dans l'espace et le temps, au sein de leur environnement naturel endogène. Ainsi, une telle méthode fournit plus d'informations sur la dynamique et les étapes d'événements et processus biologiques. La méthode tire profit de la facilité de détecter des protéines fluorescentes fusionnées à une protéine d'intérêt, qui peut être ensuite suivie à l'intérieur d'une cellule en utilisant un microscope à fluorescence. La cellule peut ensuite être soumise à une perturbation d'intérêt (par exemple un médicament, l'expression d'une protéine mal repliée...), et plusieurs propriétés de la protéine tagguée pour fluorescer peuvent être analysées en utilisant la vidéomicroscopie :

1. Changements dans le niveau de fluorescence, indiquant des changements de niveaux d'expression (des niveaux plus élevés correspondent à une régulation positive d'une protéine)
2. Changements de localisation (par exemple migration d'une protéine du cytosol vers le noyau)
3. Solubilité (par exemple en utilisant la FRAP[10])
4. Interaction avec l'environnement intracellulaire (par exemple en utilisant la FLIP[10])

Afin de surveiller le sort des protéines cytosoliques mal repliées in vivo, un plasmide portant un rapporteur de repliement marqué à la GFP a été cloné. Le rapporteur de repliement, constitué d'une protéine modèle pour l'agrégation, était un Ubc9 (enzyme SUMO) mutant (UBC9ts), abritant une mutation faux-sens (Y68L) avec un phénotype sensible à la température (ts)[11] - [12]. La Ubc9ts légèrement stable est pleinement fonctionnelle en conditions physiologiques permissives (25 °C) grâce aux chaperones cellulaires actives. Le complexe GFP-Ubc9ts a subi une transformation dans des levures et a été visualisée en utilisant un microscope à fluorescence.

On a pensé que surveiller le détecteur de repliement GFP-Ubc9ts permettait d'indiquer la protéostasie cellulaire et d'analyser la capacité du système cellulaire de contrôle qualité protéique afin prendre en charge plusieurs sortes de stress. On a ensuite observé qu'en conditions normales, le complexe GFP-Ubc9ts est diffusé dans le noyau et le cytosol. Cependant, en conditions de choc thermique, le complexe a formé des structures cytosoliques ponctuées. De manière remarquable, lorsque le protéasome a été altéré et l'enlèvement de la protéine mal repliée par la dégradation a été bloquée, on a observé la formation de deux inclusions cytosoliques distinctes. Des méthodes biochimiques standard et conservatives, telles la fractionation cellulaire et le Western blot, n'auraient pas révélé la partition en deux types d'agrégats cytosoliques.

Les deux inclusions détectées se sont avérées être des compartiments de contrôle qualité évolutivement conservés, avec des caractéristiques différentes et des fonctions distinctes. Ils ont été appelés JUNQ et IPOD[3] et représentent deux voies cellulaires pour la séquestration et la prise en charge des protéines potentiellement toxiques et enclines à l'agrégation.

La séparation des substrats de contrôle qualité (c'est-à-dire les protéines mal repliées) vers l'un ou l'autre des compartiments dépend de leur statut d'ubiquitination et leur état d'agrégation (c'est-à-dire leur solubilité).

Les protéines ubiquitinées sont transportées au JUNQ, où elles sont traitées pour être dégradées par le protéasome. Les protéines mal repliées qui ne sont pas ubiquitinées et agrégées in fine sont séquestrées dans l'IPOD.

Ainsi, la location sub-cellulaire d'une protéine mal repliée (c'est-à-dire dans le JUNQ ou l'IPOD) fournit des informations sur son inertaction avec la machinerie cellulaire de contrôle qualité protéique (par exemple sa ligase E3).