AccueilđŸ‡«đŸ‡·Chercher

Microscopie de seconde harmonique

La microscopie de seconde harmonique (M2H ou (en) SHIM), aussi appelée « microscopie par génération de seconde harmonique » est basée sur un effet optique non-linéaire connu sous le nom de génération de seconde harmonique (GSH, (en) SHG): on la nomme ainsi souvent "microscopie SHG". Elle a été établie comme un mécanisme de contraste d'imagerie par microscope, utile pour la visualisation de la structure de certains tissus biologiques ou fonctions cellulaire[1], mais aussi de certains cristaux ferroélectriques[2].

Un microscope SHG produit des images dont le contraste est dĂ» aux variations de la capacitĂ© d'un Ă©chantillon Ă  gĂ©nĂ©rer de la lumiĂšre d'harmonique deux Ă  partir de la lumiĂšre incidente, tandis qu'un microscope optique classique obtient son contraste en dĂ©tectant les variations de densitĂ© optique, de la longueur du trajet ou de l'indice de rĂ©fraction optique du spĂ©cimen. La SHG requiert une lumiĂšre laser intense traversant un matĂ©riau de structure molĂ©culaire non-centrosymĂ©trique (qui ne possĂšde pas de centre de symĂ©trie). La lumiĂšre SHG Ă©mergeant d'un tel matĂ©riau correspond exactement Ă  la moitiĂ© de la longueur d'onde (frĂ©quence doublĂ©e) de la lumiĂšre pĂ©nĂ©trant dans le matĂ©riau. Bien que la microscopie par excitation Ă  deux photons (2PEF) soit Ă©galement un processus Ă  deux photons, la 2PEF perd de l'Ă©nergie lors de la relaxation de l'Ă©tat excitĂ©, alors que la SHG conserve l'Ă©nergie. GĂ©nĂ©ralement, un cristal inorganique est utilisĂ© pour produire de la lumiĂšre SHG, mais certains matĂ©riaux biologiques peuvent ĂȘtre hautement polarisables et s'assembler en grandes structures non centrosymĂ©triques assez ordonnĂ©es (longs filaments Ă  symĂ©trie cylindrique). Les matĂ©riaux biologiques tels que le collagĂšne, les microtubules (via la tubuline) et les muscles (via la myosine[3]) peuvent produire des signaux de SHG.

La conversion de SHG est gĂ©nĂ©ralement dĂ©terminĂ©e par la condition accord de phase (en). Une configuration courante pour un systĂšme d'imagerie SHG comprendra un microscope Ă  balayage laser avec un laser titane-sapphire Ă  blocage de mode comme source d'excitation. Le signal SHG se propage gĂ©nĂ©ralement dans le sens direct (celui de la lumiĂšre d'excitation), et la dĂ©tection est alors faite en transmission. Cependant, du signal est aussi Ă©mis dans la direction inverse (« Ă©pi »), et le signal peut alors Ă©galement ĂȘtre mesurĂ© en « rĂ©flexion » : ceci peut ĂȘtre utile pour des matĂ©riaux opaques, ou Ă©pais, et une partie de ce signal peut ĂȘtre due Ă  la rĂ©trorĂ©flexion du signal Ă©mis vers l'avant[4].

Image par microscopie SHG du collagĂšne (en blanc) dans le foie.

Avantages

La microscopie SHG offre plusieurs avantages pour l'imagerie de cellules vivantes et des tissus : elle n’implique pas l’excitation de molĂ©cules, contrairement Ă  d’autres techniques telles que la microscopie de fluorescence. Par consĂ©quent, les molĂ©cules ne subissent pas d'effets de phototoxicitĂ© ou de photoblanchiment. De plus, comme de nombreuses structures biologiques produisent des signaux SHG assez puissants, il n'est pas nĂ©cessaire de marquer les molĂ©cules avec des marqueurs exogĂšnes (ce qui pourrait modifier le fonctionnement d'un systĂšme biologique): cette technique est donc minimalement invasive. En utilisant des longueurs d'onde dans le proche infrarouge pour la lumiĂšre incidente, la microscopie SHG a la capacitĂ© de construire des images de spĂ©cimens en trois dimensions en effectuant une imagerie plus profonde dans des tissus Ă©pais.

Différence et complémentarité avec la fluorescence à deux photons (2PEF)

La fluorescence à deux photons (2PEF) est un processus trÚs différent de la SHG: elle implique une excitation d'électrons vers des niveaux d'énergie plus élevés, et une désexcitation subséquente par émission d'un photon (contrairement à la SHG, bien qu'elle soit aussi un processus à 2 photons). Ainsi, la 2PEF est un processus non cohérent, spatialement (émission isotrope) et temporellement (large spectre, dépendant de l'échantillon). Elle n'est pas non plus spécifique à certaines structures, contrairement à la SHG[5].

La 2PEF peut donc ĂȘtre couplĂ©e Ă  la SHG en imagerie multiphotonique pour rĂ©vĂ©ler certaines molĂ©cules qui produisent de l'autofluorescence, telle que l'Ă©lastine dans les tissus (alors que la SHG rĂ©vĂšle le collagĂšne ou la myosine par exemple).

Historique

En 1971, Fine et Hansen ont rapportĂ© la premiĂšre observation de SHG Ă  partir d'Ă©chantillons de tissus biologiques[6]. En 1974, Hellwarth et Christensen ont rapportĂ© pour la premiĂšre fois la microscopie SHG de ZnSe polycristallins[7], puis en 1977, Colin Sheppard a imagĂ© divers cristaux de SHG avec un microscope optique Ă  balayage. La SHG a Ă©tĂ© utilisĂ©e en imagerie biologique pour la 1re fois en 1979 par Roth&Freund pour imager le collagĂšne, et plus spĂ©cifiquement en 1985 dans du tendon de queue de rat[8], bien que ces avancĂ©es aient passĂ© inaperçues dans le domaine de la microscopie optique Ă  l'Ă©poque[2]. En 1993, Lewis a examinĂ© la rĂ©ponse en SHG de colorant styryl en prĂ©sence d'un champ Ă©lectrique, mais aussi l'imagerie de cellules vivantes. Le miscroscope de fluorescence Ă  deux photons plein-champ (sans balayage) a Ă©tĂ© publiĂ© en 1996[9] , et aurait pu servir Ă  imager de la SHG. La microscopie SHG a ensuite Ă©tĂ© utilisĂ©e pour l'observation de l'amidon de plantes[10] - [11] des mĂ©gamolĂ©cules[12], de la soie d'araignĂ©e[13] - [14] etc. En 2010, la SHG a Ă©tĂ© Ă©tendue Ă  l'imagerie [in vivo] de petits animaux entiers[15] - [16]. En 2019, les applications se sont Ă©largies en appliquant la SHG Ă  l’imagerie sĂ©lective de produits agrochimiques directement sur la surface des feuilles, afin d’évaluer l’efficacitĂ© des pesticides[17].

Analyse quantitative

Anisotropie orientationnelle

L'anisotropie de la polarisation en SHG peut ĂȘtre utilisĂ©e pour dĂ©terminer l’orientation et le degrĂ© d’organisation des protĂ©ines dans les tissus, puisque les signaux SHG ont des polarisations bien dĂ©finies. En utilisant l'Ă©quation d'anisotropie[18]:

et en acquérant les intensités des polarisations dans les directions parallÚle et perpendiculaire au plan du laboratoire (convention), on peut calculer . Un élevé indique une orientation plutÎt anisotrope, tandis qu'une valeur de faible indique une structure isotrope. Dans les travaux menés par Campagnola et Loew[18], il a été constaté que les fibres de collagÚne formaient des structures bien alignées avec .

Rapport avant sur arriĂšre F/B

La SHG Ă©tant un processus cohĂ©rent ( spatialement et temporellement), il conserve des informations sur la direction de l'excitation et n'est pas Ă©mis de maniĂšre isotrope. Elle est principalement Ă©mise vers l'avant (forward, comme pour l'excitation), mais peut Ă©galement ĂȘtre Ă©mise vers l'arriĂšre (backward) en fonction de la condition d'accord de phase. En effet, la longueur de cohĂ©rence au-delĂ  de laquelle conversion du signal diminue est:

avec pour le forward, mais pour le backward si bien que >> . Par consĂ©quent, des structures plus Ă©paisses seront visibles prĂ©fĂ©rentiellement vers l'avant (forward), et les plus minces vers l'arriĂšre (backward): puisque la conversion de la SHG dĂ©pend en premiĂšre approximation du carrĂ© du nombre d'harmonophores, le signal sera plus Ă©levĂ© s'il est Ă©mis par des structures Ă©paisses, donc le signal avant sera supĂ©rieur au signal arriĂšre. Cependant, le tissu peut diffuser la lumiĂšre gĂ©nĂ©rĂ©e et une partie de la SHG vers l'avant peut ĂȘtre rĂ©trorĂ©flĂ©chie vers l'arriĂšre[19].

Ensuite, le rapport avant/arriĂšre F/B peut ĂȘtre calculĂ©[19], et est une mĂ©trique de la taille globale et de la disposition des harmonophores (gĂ©nĂ©ralement des fibrilles de collagĂšne). On peut Ă©galement montrer que plus l'angle hors-plan du diffuseur est Ă©levĂ©, plus son rapport F/B est Ă©levĂ© (voir fig. 2.14 of[20]).

SHG résolue en polarisation (p-SHG)

Les avantages de polarimétrie ont été couplés à la SHG en 2002 par Stoller et al[21]. La polarimétrie sert à mesurer l'orientation et l'ordre au niveau moléculaire, et couplée à la SHG, elle peut le faire avec une spécificité à certaines structures comme le collagÚne : la microscopie SHG résolue en polarisation (p-SHG) est donc une extension de la microscopie SHG[22]. La p-SHG définie un autre paramÚtre d'anisotropie tel que[23]:

qui est, comme r, une mesure de l'orientation principale et du dĂ©sordre de la structure imagĂ©e. Comme elle est souvent rĂ©alisĂ©e dans de longs filaments cylindriques (comme le collagĂšne), cette anisotropie est souvent Ă©gale Ă  [24], oĂč est la susceptibilitĂ© Ă©lectrique non-linĂ©aire et X la direction du filament (ou la direction principale de la structure), Y est orthogonal Ă  X et Z est la direction de propagation de la lumiĂšre d'excitation.

L'orientation ϕ des filaments dans le plan XY de l'image peut Ă©galement ĂȘtre extraite grĂące Ă  la p-SHG par une analyse FFT, et utilisĂ©e comme un contraste sur une image[24] - [25].

Quantification de la fibrose

Le collagÚne (cas particulier, mais largement étudié en microscopie SHG), peut exister sous différentes formes : 28 types différents, dont 5 fibrillaires. L'un des défis consiste à caractériser et à quantifier le collagÚne fibrillaire dans un tissu, pour pouvoir voir son évolution et sa relation avec d'autres composantes du tissu[26].

Pour cela, une image de microscopie SHG doit ĂȘtre corrigĂ©e pour Ă©liminer la petite quantitĂ© de fluorescence ou de bruit rĂ©siduel qui existe Ă  la longueur d'onde SHG. AprĂšs cela, un masque numĂ©rique peut ĂȘtre appliquĂ© pour quantifier le collagĂšne Ă  l'intĂ©rieur de l'image[26]. Parmi les diffĂ©rentes techniques de quantification, c'est probablement celle qui a la spĂ©cificitĂ©, la reproductibilitĂ© et l'applicabilitĂ© la plus Ă©levĂ©e, bien qu'elle soit assez complexe[26].

Autres

La microscopie SHG a également été utilisée pour montrer que les potentiels d'action se propageant en sens inverse entrent dans les épines dendritiques sans atténuation de tension, établissant ainsi une base solide pour des travaux futurs sur l'imagerie des neurones par SHG. L'avantage ici est la mesure de tension dans les dendrites avec une précision inaccessible avec la microscopie standard à deux photons[27].

Matériaux imageables

Tissus biologiques imagés par microscopie de seconde harmonique (SHG). (a) Coupe transversale d'une cornée humaine. (b) Muscle squelettique de poisson-zÚbre. (c) Tendon de queue de souris adulte. (d) Cartilage de surface d'un genou de cheval adulte.

La microscopie SHG et ses extensions peuvent ĂȘtre utilisĂ©es pour Ă©tudier divers tissus: quelques exemples d'images sont rapportĂ©s dans la figure ci-dessous: le collagĂšne Ă  l'intĂ©rieur de la matrice extra-cellulaire reste la principale application. On le retrouve dans les tendons, la peau, les os, la cornĂ©e, les artĂšres, le fascia, le cartilage, le mĂ©nisque, les disques intervertĂ©braux...

La myosine peut Ă©galement ĂȘtre imagĂ©e par SHG : dans le muscle squelettique, le muscle cardiaque.

En outre, la SHG peut convertir efficacement la lumiÚre proche infrarouge en lumiÚre visible pour permettre une thérapie photodynamique guidée par imagerie, surmontant ainsi les limitations de profondeur de pénétration[28] - [29].

Table 1: Matériaux générant efficacement de la SHG, imageables en microscopie SHG.
TypeMatériauPrésent danssignal SHGSpécificité
GlucideCelluloseBois, Plante verte, algue.Assez faible dans la cellulose normale[17], mais assez fort dans la cellulose cristalline ou nanocristalline.-
AmidonAliments de base, plante verteSignal assez intense[30]la chiralité est au niveau micro et macro, et la SHG est différente si la polarisation d'excitation est circulaire droite ou gauche
MegamolĂ©cule polysaccharide de sacranCyanobacterieÀ partir de morceaux, de fibres et de films de sacranle signal des films est le plus faible[12]
ProtéineFibroïne et séricineSoie d'araignéePlutÎt faible[13]
CollagÚne[8]tendon, peau, os, cornée, artÚres, fascia, cartilage, ménisque, disques intervertébraux ; tissus conjonctifsAssez fort, dépend du type de collagÚne (forme-t-il des fibrilles, des fibres?)Les composantes du tenseur de susceptibilité non-linéaire sont , , , avec ~ et / ~ 1.4 dans la plupart des cas
Myosinemuscle squelettique ou cardiaque[3]Assez fortLes composantes du tenseur de susceptibilité non-linéaire sont , , avec ~ mais / ~ 0.6 < 1 contrairement au collagÚne
TubulineMicrotubules durant la mitose ou la meiose[31], ou dans les dendrites des neurones[32]Assez faibleLes microtubules doivent ĂȘtre alignĂ©s pour gĂ©nĂ©rer efficacement
MinérauxCristaux piézoélectriquesAussi appelés cristaux non-linéairesFort si accord de phaseDifférent accord de phase : types, critique ou non-critique

Couplage avec la microscopie THG

La microscopie de GĂ©nĂ©ration de troisiĂšme harmonique (THG) peut ĂȘtre complĂ©mentaire de la microscopie SHG, car elle est sensible aux interfaces transverses et Ă  la susceptibilitĂ© non linĂ©aire du 3e ordre [33] - [34].

Applications

Cancer, caractérisation des tumeurs

La densitĂ© mammographique est corrĂ©lĂ©e avec celle du collagĂšne : la microscopie SHG peut donc servir Ă  identifier le cancer du sein[35]. La SHG est gĂ©nĂ©ralement couplĂ©e Ă  d'autres techniques non linĂ©aires telles que la microscopie CARS (en) ou la microscopie deux photons, pour former la microscopie multiphotonique (ou tomographie) qui fournit un diagnostic in vivo non invasif et rapide (comme l'histologie) de biopsies pouvant ĂȘtre cancĂ©reuses[36].

Cancer du sein

La comparaison des images SHG avant et arriĂšre donne un aperçu de la microstructure du collagĂšne, elle-mĂȘme liĂ©e Ă  la gravitĂ© et au stade d'une tumeur[37]. La comparaison des images SHG et de microscopie deux photons (autofluorescence) peuvent aussi montrer le changement d'orientation du collagĂšne dans les tumeurs[38].

MĂȘme si la microscopie SHG a beaucoup contribuĂ© Ă  la recherche sur le cancer du sein, elle n'est pas encore Ă©tablie comme une technique fiable en mĂ©decine ou pour le diagnostic de pathologies en gĂ©nĂ©ral[37].

Cancer des ovaires

Les ovaires saines présentent une SHG uniforme dans leur couche épithéliale et un collagÚne bien organisé dans leur stroma, alors que l'épithélium aura de grandes cellules et une structure de collagÚne modifiée dans les ovaires cancéreuses[37]. Le ratio r (voir anisotropie d'orientation) est aussi utilisé[39] pour montrer que l'alignement des fibrilles est légÚrement plus élevé pour les tissus cancéreux que pour les tissus normaux.

Cancer de la peau

La SHG est, encore ici, combinée à la microscopie deux photons pour calculer le ratio :

oĂč shg (resp. tpef) est le nombre de pixels dĂ©passant un certain seuil (en intensitĂ©) dans l'image SHG (resp. 2PEF de fluorescence)[40], un MFSI Ă©levĂ© signifiant une image SHG pure (sans fluorescence). Le MFSI le plus Ă©levĂ© est mesurĂ© pour les tissus cancĂ©reux[37], ce qui fournit un mode de contraste pour les diffĂ©rencier des tissus normaux.

La SHG a également été combinée à génération de troisiÚme harmonique (THG) pour montrer que le signal epi-THG (voir rapport F/B) est plus élevé dans les tumeurs[41].

Autres cancers

La SHG a Ă©tĂ© utilisĂ©e pour l'Ă©tude des cancers du poumon, du cĂŽlon, du stroma Ɠsophagien, du col utĂ©rin et du pancrĂ©as[37].

DĂ©tection de pathologies

Des altĂ©rations de l'organisation ou de la polaritĂ© des fibrilles de collagĂšne peuvent ĂȘtre des signes directs de pathologie[42] - [43].

En particulier, l'anisotropie d'alignement des fibres de collagĂšne a permis de discriminer le derme sain de cicatrices pathologiques dans des Ă©chantillons de peau[44]. De plus, les pathologies du cartilage telles que l'arthrose peuvent ĂȘtre sondĂ©es par microscopie SHG rĂ©solue en polarisation[45] - [46]. La SHIM a ensuite Ă©tĂ© Ă©tendue au fibrocartilage (mĂ©nisque)[47].

Ingénierie des tissus

La capacitĂ© de la SHG Ă  imager des molĂ©cules spĂ©cifiques peut servir Ă  rĂ©vĂ©ler la structure de certains tissus une seule composante Ă  la fois, et Ă  diffĂ©rentes Ă©chelles (de macro Ă  micro) en utilisant la microscopie. Par exemple, le collagĂšne (type I) est spĂ©cifiquement imagĂ© Ă  partir de la matrice extracellulaire (ECM) des cellules, ou lorsqu'il sert de matĂ©riau conjonctif dans les tissus[48]. La microscopie SHG rĂ©vĂšle Ă©galement la fibroĂŻne dans la soie, la myosine dans les muscles et la cellulose biosynthĂ©tisĂ©e. Toutes ces capacitĂ©s d'imagerie peuvent ĂȘtre utilisĂ©es pour concevoir des tissus artificiels, en ciblant des points spĂ©cifiques du tissu : la SHG peut en effet servir Ă  mesurer quantitativement certaines orientations, ainsi que la quantitĂ© et l'arrangement des matĂ©riaux[48]. De plus, la SHG couplĂ©e Ă  d'autres techniques multiphotons peut servir Ă  surveiller le dĂ©veloppement de tissus synthĂ©tiques, lorsque l'Ă©chantillon est relativement mince cependant[49]. Bien entendu, ces techniques peuvent enfin ĂȘtre utilisĂ©s comme contrĂŽle qualitĂ© des tissus fabriquĂ©s[49].

Structure de l'Ɠil

La cornĂ©e, Ă  la surface de l'Ɠil, est considĂ©rĂ©e comme Ă©tant constituĂ©e d'une structure de collagĂšne semblable Ă  un assemblage en couches, en raison des propriĂ©tĂ©s d'auto-organisation du collagĂšne dense[50]. Pourtant, l'orientation cornĂ©ale du collagĂšne en lamelles fait encore dĂ©bat[51].

Le kĂ©ratocĂŽne cornĂ©en peut Ă©galement ĂȘtre visualisĂ© par microscopie SHG pour rĂ©vĂ©ler des altĂ©rations morphologiques du collagĂšne[52]. La microscopie par gĂ©nĂ©ration de troisiĂšme harmonique (THG) est en outre utilisĂ©e pour imager la cornĂ©e, qui est complĂ©mentaire au signal SHG car les maxima THG et SHG dans ce tissu sont souvent Ă  des endroits diffĂ©rents[53].

Voir aussi

Sources

  • Michael Schmitt, Thomas Mayerhöfer, JĂŒrgen Popp, Ingo Kleppe et Klaus WeisshartannĂ©e, Handbook of Biophotonics, Chap.3 Light–Matter Interaction, Wiley, (ISBN 978-3-527-64398-1, DOI 10.1002/9783527643981.bphot003, lire en ligne)
  • Francesco S. Pavone et Paul J. Campagnola, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne)
  • Paul J. Campagnola, Heather A. Clark, William A. Mohler, Aaron Lewis et Leslie M. Loew, « Second harmonic imaging microscopy of living cells », Journal of Biomedical Optics, vol. 6, no 3,‎ , p. 277–286 (PMID 11516317, DOI 10.1117/1.1383294, Bibcode 2001JBO.....6..277C, hdl 2047/d20000323, lire en ligne)
  • Paul J. Campagnola et Leslie M Loew, « Second-harmonic imaging microscopy for visualizing biomolecular arrays in cells, tissues and organisms », Nature Biotechnology, vol. 21, no 11,‎ , p. 1356–1360 (PMID 14595363, DOI 10.1038/nbt894, lire en ligne)
  • P. Stoller, K.M. Reiser, P.M. Celliers et A.M. Rubenchik, « Polarization-modulated second harmonic generation in collagen », Biophys. J., vol. 82, no 6,‎ , p. 3330–3342 (PMID 12023255, PMCID 1302120, DOI 10.1016/s0006-3495(02)75673-7, Bibcode 2002BpJ....82.3330S)
  • M. Han, G. Giese et J. F. Bille, « Second harmonic generation imaging of collagen fibrils in cornea and sclera », Opt. Express, vol. 13, no 15,‎ , p. 5791–5797 (PMID 19498583, DOI 10.1364/opex.13.005791, Bibcode 2005OExpr..13.5791H)
  • Karsten König, Multiphoton Microscopy and Fluorescence Lifetime Imaging : Applications in Biology and Medicine, De Gruyter, , 450 p. (ISBN 978-3-11-042998-5, lire en ligne)AccĂšs libre
  • Adib Keikhosravi, Jeremy S. Bredfeldt, Abdul Kader Sagar et Kevin W. Eliceiri, « Second-harmonic generation imaging of cancer (in "Quantitative Imaging in Cell Biology" par Jennifer C. Waters, Torsten Wittman) », Elsevier, vol. 123,‎ , p. 531–546 (DOI 10.1016/B978-0-12-420138-5.00028-8, lire en ligne)
  • Hanry Yu et Nur Aida Abdul Rahim, Imaging in Cellular and Tissue Engineering, 1st edition, CRC Taylor&Francis, (ISBN 978-0-367-44586-7, lire en ligne)
  • Riccardo Cicchi, Nadine Vogler, Dimitrios Kapsokalyvas, Benjamin Dietzek, JĂŒrgen Popp et Francesco Saverio Pavone, « From molecular structure to tissue architecture: collagen organization probed by SHG microscopy », Journal of Biophotonics, vol. 6, no 2,‎ , p. 129–142 (DOI 10.1002/jbio.201200092)AccĂšs libre

Notes et références

  1. Juan Carlos Stockert, Alfonso BlĂĄzquez-Castro, Fluorescence Microscopy in Life Sciences, Bentham Science Publishers, , 642–686 p. (ISBN 978-1-68108-519-7, lire en ligne), « Chapter 19 Non-Linear Optics »
  2. Francesco S. Pavone et Paul J. Campagnola, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne)
  3. V. Nucciotti, C. Stringari, L. Sacconi, F. Vanzi, L. Fusi, M. Linari, G. Piazzesi, V. Lombardi et F. S. Pavone, « Probing myosin structural conformation in vivo by second-harmonic generation microscopy », Proceedings of the National Academy of Sciences, vol. 107, no 17,‎ , p. 7763–7768 (ISSN 0027-8424, DOI 10.1073/pnas.0914782107)
  4. Michael Schmitt, Thomas Mayerhöfer, JĂŒrgen Popp, Ingo Kleppe et Klaus WeisshartannĂ©e, Handbook of Biophotonics, Chap.3 Light–Matter Interaction, Wiley, (ISBN 978-3-527-64398-1, DOI 10.1002/9783527643981.bphot003, lire en ligne)
  5. Xiyi Chen et P.J. Campagnola, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne), « SHG Microscopy and Its Comparison with THG, CARS, and Multiphoton Excited Fluorescence Imaging »
  6. Fine, S. et Hansen, W. P., « Optical second harmonic generation in biological systems », Applied Optics, vol. 10, no 10,‎ , p. 2350–2353 (PMID 20111328, DOI 10.1364/AO.10.002350, Bibcode 1971ApOpt..10.2350F)
  7. Hellwarth, Robert et Christensen, Paul, « Nonlinear optical microscopic examination of structure in polycrystalline ZnSe », Optics Communications, vol. 12, no 3,‎ , p. 318–322 (DOI 10.1016/0030-4018(74)90024-8, Bibcode 1974OptCo..12..318H)
  8. Warren R. Zipfel, Rebecca M. Williams et Watt W. Webb, « Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences », Nature Biotechnology, vol. 21, no 11,‎ , p. 1369-1377 (DOI 10.1038/10.1038/nbt899)
  9. G.J. Brakenhoff, Y. Sonoda, J. Squier, T. Norris, A.C. Bliton, M.H. Wade et B. Athey, « Real-time two-photon confocal microscopy using afemtosecond, amplified Tisapphire system », Journal of Microscopy, vol. 181, no 3,‎ , p. 253-259 (DOI 10.1046/j.1365-2818.1996.97379.x)
  10. G. Mizutani, Y. Sonoda, H. Sano, M. Sakamoto, T. Takahashi et S. Ushioda, « Detection of starch granules in a living plant by optical second harmonic microscopy », Journal of Luminescence, vol. 87,‎ , p. 824–826 (DOI 10.1016/S0022-2313(99)00428-7, Bibcode 2000JLum...87..824M)
  11. Yue Zhao, Shogo Takahashi, Yanrong Li, K. T. T. Hien, Akira Matsubara, Goro Mizutani et Yasunori Nakamura, « Ungerminated Rice Grains Observed by Femtosecond Pulse Laser Second-Harmonic Generation Microscopy », J. Phys. Chem. B, vol. 122, no 32,‎ , p. 7855–7861 (DOI 10.7566/JPSJ.86.124401, arXiv 1808.05449, lire en ligne)
  12. Yue Zhao, Khuat Thi Thu Hien, Goro Mizutani, Harvey N. Rutt, Kittima Amornwachirabodee, Maiko Okajima et Tatsuo Kaneko, « Optical second-harmonic images of sacran megamolecule aggregates », Journal of the Optical Society of America A, vol. 34, no 2,‎ , p. 146–152 (DOI 10.1364/JOSAA.34.000146, Bibcode 2017JOSAA..34..146Z, arXiv 1702.07165)
  13. Yue Zhao, Khuat Thi Thu Hien, Goro Mizutani et Harvey N. Rutt, « Second-order nonlinear optical microscopy of spider silk », Applied Physics B, vol. 123, no 6,‎ , p. 188 (DOI 10.1007/s00340-017-6766-z, Bibcode 2017ApPhB.123..188Z, arXiv 1706.03186)
  14. Yue Zhao, Yanrong Li, K. T. T. Hien, Goro Mizutani et Harvey N. Rutt, « Observation of Spider Silk by Femtosecond Pulse Laser Second Harmonic Generation Microscopy », Surf. Interface Anal., vol. 51, no 1,‎ , p. 50–56 (DOI 10.1002/sia.6545, arXiv 1812.10390)
  15. B. E. Cohen, « Biological imaging: Beyond fluorescence », Nature, vol. 467, no 7314,‎ , p. 407–8 (PMID 20864989, DOI 10.1038/467407a, Bibcode 2010Natur.467..407C)
  16. P. Pantazis, J. Maloney, D. Wu et S. Fraser, « Second harmonic generating (SHG) nanoprobes for in vivo imaging », Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 107, no 33,‎ , p. 14535–14540 (PMID 20668245, PMCID 2930484, DOI 10.1073/pnas.1004748107, Bibcode 2010PNAS..10714535P)
  17. Benjamin Grubbs, Nicholas Etter, Wesley Slaughter, Alexander Pittsford, Connor Smith et Paul Schmitt, « A Low-Cost Beam-Scanning Second Harmonic Generation Microscope with Application for Agrochemical Development and Testing », Analytical Chemistry, vol. 91, no 18,‎ , p. 11723-11730 (DOI 10.1021/acs.analchem.9b02304)
  18. Paul J Campagnola et Leslie M Loew, « Second-harmonic imaging microscopy for visualizing biomolecular arrays in cells, tissues and organisms », Nature Biotechnology, vol. 21, no 11,‎ , p. 1356–1360 (ISSN 1087-0156, DOI 10.1038/nbt894)
  19. Xiyi Chen, Oleg Nadiarynkh, Sergey Plotnikov et Paul J Campagnola, « Second harmonic generation microscopy for quantitative analysis of collagen fibrillar structure », Nature Protocols, vol. 7, no 4,‎ , p. 654–669 (ISSN 1754-2189, DOI 10.1038/nprot.2012.009)
  20. Riccardo Cicchi, Leonardo Sacconi, Francesco Vanzi et Francesco S. Pavone, "How to Build an SHG Apparatus" in Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne)
  21. P. Stoller, K. Reiser, P. Celliers et A. Rubenchik, « Polarization-modulated second harmonic generation in collagen », Biophys. J., vol. 82,‎ , p. 3330-3342 (DOI 10.1016/S0006-3495(02)75673-7)
  22. Julien Duboisset, Dora AĂŻt-Belkacem, Muriel Roche, HervĂ© Rigneault et Sophie Brasselet, « Generic model of the molecular orientational distribution probed by polarization-resolved second-harmonic generation », Physical Review A, vol. 85, no 4,‎ (ISSN 1050-2947, DOI 10.1103/PhysRevA.85.043829)
  23. Claire Teulon, Ivan Gusachenko, GaĂ«l Latour et Marie-Claire Schanne-Klein, « Theoretical, numerical and experimental study of geometrical parameters that affect anisotropy measurements in polarization-resolved SHG microscopy », Optics Express, vol. 23, no 7,‎ , p. 9313 (ISSN 1094-4087, DOI 10.1364/OE.23.009313)
  24. Ivan Gusachenko, Viet Tran, Yannick Goulam Houssen, Jean-Marc Allain et Marie-Claire Schanne-Klein, « Polarization-Resolved Second-Harmonic Generation in Tendon upon Mechanical Stretching », Biophysical Journal, vol. 102, no 9,‎ , p. 2220–2229 (ISSN 0006-3495, DOI 10.1016/j.bpj.2012.03.068)
  25. Nirmal Mazumder, Gitanjal Deka, Wei-Wen Wu, Ankur Gogoi, Guan-Yu Zhuo et Fu-Jen Kao, « Polarization resolved second harmonic microscopy », Methods, vol. 128,‎ , p. 105–118 (ISSN 1046-2023, DOI 10.1016/j.ymeth.2017.06.012)
  26. Marie-Claire Schanne-Klein, "SHG Imaging of Collagen and Application to Fibrosis Quantization" in Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne)
  27. Mutsuo Nuriya, Jiang Jiang, Boaz Nemet, Kenneth B. Eisenthal et Rafael Yuste, « Imaging membrane potential in dendritic spines », PNAS, vol. 103, no 3,‎ , p. 786–790 (PMID 16407122, PMCID 1334676, DOI 10.1073/pnas.0510092103, Bibcode 2006PNAS..103..786N)
  28. Bobo Gu, Artem Pliss et Andrey N. Kuzmin, « In-situ second harmonic generation by cancer cell targeting ZnO nanocrystals to effect photodynamic action in subcellular space », Biomaterials, vol. 104,‎ , p. 78–86 (PMID 27442221, DOI 10.1016/j.biomaterials.2016.07.012)
  29. . Erich E. Hoover et Jeff A. Squier, « Advances in multiphoton microscopy technology (review) », Nature Photonics, vol. 7, no 2,‎ , p. 93-101 (DOI 10.1038/nphoton.2012.361)
  30. Sotiris Psilodimitrakopoulos, Ivan Amat-Roldan, Pablo Loza-Alvarez et David Artigas, « Estimating the helical pitch angle of amylopectin in starch using polarization second harmonic generation microscopy », Journal of Optics, vol. 12, no 8,‎ , p. 084007 (ISSN 2040-8978, DOI 10.1088/2040-8978/12/8/084007)
  31. Francesco S. Pavone et P.J. Campagnola, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne)
  32. V. Van Steenbergen, W. Boesmans, Z. Li, Y. de Coene, K. Vints, P. Baatsen, I. Dewachter, M. Ameloot, K. Clays et P. Vanden Berghe, « Molecular understanding of label-free second harmonic imaging of microtubules », Nature Communications, vol. 10, no 1,‎ (ISSN 2041-1723, DOI 10.1038/s41467-019-11463-8)
  33. Y. Barad, H. Eisenberg, M. Horowitz et Y. Silberberg, « Nonlinear scanning laser microscopy by third harmonic generation », Applied Physics Letters, vol. 70, no 8,‎ , p. 922–924 (ISSN 0003-6951, DOI 10.1063/1.118442)
  34. N. Olivier, M. A. Luengo-Oroz, L. Duloquin, E. Faure, T. Savy, I. Veilleux, X. Solinas, D. Debarre, P. Bourgine, A. Santos, N. Peyrieras et E. Beaurepaire, « Cell Lineage Reconstruction of Early Zebrafish Embryos Using Label-Free Nonlinear Microscopy », Science, vol. 329, no 5994,‎ , p. 967–971 (ISSN 0036-8075, DOI 10.1126/science.1189428)
  35. Salem Alowami, Sandra Troup, Sahar Al-Haddad, Iain Kirkpatrick et Peter H Watson, « Mammographic density is related to stroma and stromal proteoglycan expression », Breast Cancer Research, vol. 5, no 5,‎ (ISSN 1465-542X, DOI 10.1186/bcr622)
  36. Karsten König, "Multiphoton Tomography (MPT)" Chap.13 in Multiphoton Microscopy and Fluorescence Lifetime Imaging : Applications in Biology and Medicine, De Gruyter, , 450 p. (ISBN 978-3-11-042998-5, lire en ligne)
  37. Adib Keikhosravi, Jeremy S. Bredfeldt, Abdul Kader Sagar et Kevin W. Eliceiri, « Second-harmonic generation imaging of cancer (from "Quantitative Imaging in Cell Biology by Jennifer C. Waters, Torsten Wittman") », Elsevier, vol. 123,‎ , p. 531–546 (ISSN 0091-679X, DOI 10.1016/B978-0-12-420138-5.00028-8, lire en ligne)
  38. Paolo P Provenzano, Kevin W Eliceiri, Jay M Campbell, David R Inman, John G White et Patricia J Keely, « Collagen reorganization at the tumor-stromal interface facilitates local invasion », BMC Medicine, vol. 4, no 38,‎ (DOI 10.1186/1741-7015-4-38)
  39. Oleg Nadiarnykh, Ronald B LaComb, Molly A Brewer et Paul J Campagnola, « Alterations of the extracellular matrix in ovarian cancer studied by Second Harmonic Generation imaging microscopy », BMC Cancer, vol. 10, no 1,‎ (ISSN 1471-2407, DOI 10.1186/1471-2407-10-94)
  40. Sung-Jan Lin, Shiou-Hwa Jee, Chien-Jui Kuo, Ruei-Jr Wu, Wei-Chou Lin, Jau-Shiuh Chen, Yi-Hua Liao, Chih-Jung Hsu, Tsen-Fang Tsai, Yang-Fang Chen et Chen-Yuan Dong, « Discrimination of basal cell carcinoma from normal dermal stroma by quantitative multiphoton imaging », Optics Letters, vol. 31, no 18,‎ , p. 2756 (ISSN 0146-9592, DOI 10.1364/OL.31.002756)
  41. Szu-Yu Chen, Shee-Uan Chen, Hai-Yin Wu, Wen-Jeng Lee, Yi-Hua Liao et Chi-Kuang Sun, « In Vivo Virtual Biopsy of Human Skin by Using Noninvasive Higher Harmonic Generation Microscopy », IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics, vol. 16, no 3,‎ (DOI 10.1109/JSTQE.2009.2031987)
  42. Karsten König, Multiphoton Microscopy and Fluorescence Lifetime Imaging : Applications in Biology and Medicine, De Gruyter, , 450 p. (ISBN 978-3-11-042998-5, lire en ligne)
  43. Riccardo Cicchi, « The New Digital Pathology: Just Say NLO », Digestive Diseases and Sciences, vol. 59, no 7,‎ , p. 1347–1348 (ISSN 0163-2116, DOI 10.1007/s10620-014-3165-8)
  44. Riccardo Cicchi, Nadine Vogler, Dimitrios Kapsokalyvas, Benjamin Dietzek, JĂŒrgen Popp et Francesco Saverio Pavone, « From molecular structure to tissue architecture: collagen organization probed by SHG microscopy », Journal of Biophotonics, vol. 6, no 2,‎ , p. 129–142 (ISSN 1864-063X, DOI 10.1002/jbio.201200092)AccĂšs libre
  45. Jessica C. Mansfield, C. Peter Winlove, Julian Moger et Steve J. Matcher, « Collagen fiber arrangement in normal and diseased cartilage studied by polarization sensitive nonlinear microscopy », Journal of Biomedical Optics, vol. 13, no 4,‎ , p. 044020 (ISSN 1083-3668, DOI 10.1117/1.2950318)AccĂšs libre
  46. Alvin T. Yeh, Marie J. Hammer-Wilson, David C. Van Sickle, Hilary P. Benton, Aikaterini Zoumi, Bruce J. Tromberg et George M. Peavy, « Nonlinear optical microscopy of articular cartilage », Osteoarthritis and Cartilage, vol. 13, no 4,‎ , p. 345–352 (ISSN 1063-4584, DOI 10.1016/j.joca.2004.12.007)AccĂšs libre
  47. Woojin M. Han, Su-Jin Heo, Tristan P. Driscoll, John F. Delucca, Claire M. McLeod, Lachlan J. Smith, Randall L. Duncan, Robert L. Mauck et Dawn M. Elliott, « Microstructural heterogeneity directs micromechanics and mechanobiology in native and engineered fibrocartilage », Nature Materials, vol. 15, no 4,‎ , p. 477–484 (ISSN 1476-1122, DOI 10.1038/nmat4520)
  48. W.L. Chen et H.S. Lee, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne), « SHG Imaging for Tissue Engineering Applications »
  49. A. Enejder et C. Brackmann, Imaging in Cellular and Tissue Engineering, 1st edition, CRC Taylor&Francis, (ISBN 978-0-367-44586-7, lire en ligne), « Use of Multiphoton Microscopy for Tissue Engineering Applications »
  50. J.H. Krachmer, M.J. Mannis et E.J. Holland, Cornea, Fundamentals, Diagnosis and Management. 2nd edition, Elsevier Mosby, (ISBN 0-323-02315-0, lire en ligne)
  51. Juan M. Bueno, Francisco J. Ávila et M. Carmen MartĂ­nez-GarcĂ­a, « Quantitative Analysis of the Corneal Collagen Distribution after In Vivo Cross-Linking with Second Harmonic Microscopy », BioMed Research International, vol. 2019,‎ , p. 1–12 (ISSN 2314-6133, DOI 10.1155/2019/3860498)
  52. N. Morishige, R. Shin-gyou-uchi, H. Azumi, H. Ohta, Y. Morita, N. Yamada, K. Kimura, A. Takahara et K.-H. Sonoda, « Quantitative Analysis of Collagen Lamellae in the Normal and Keratoconic Human Cornea by Second Harmonic Generation Imaging Microscopy », Investigative Ophthalmology & Visual Science, vol. 55, no 12,‎ , p. 8377–8385 (ISSN 0146-0404, DOI 10.1167/iovs.14-15348)
  53. N. Olivier, D. Débarre et E. Beaurepaire, Second Harmonic Generation Imaging, 2nd edition, CRC Taylor&Francis, , 476 p. (ISBN 978-1-4398-4914-9, lire en ligne), « THG Microscopy of Cells and Tissues: Contrast Mechanisms and Applications »
Cet article est issu de wikipedia. Text licence: CC BY-SA 4.0, Des conditions supplĂ©mentaires peuvent s’appliquer aux fichiers multimĂ©dias.