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Autofluorescence

L'autofluorescence est l'émission naturelle de lumière (de fluorescence) par des structures biologiques telles que les mitochondries et les lysosomes lorsqu'ils ont absorbé de la lumière, et est souvent utilisée pour distinguer la lumière provenant de marqueurs fluorescents ajoutés artificiellement (fluorophores) [1].

Photomicrographie d'un papier autofluorescant sous illumination d'ultraviolets.

Les molécules d'autofluorescence les plus couramment observées sont le NADPH et les flavines ; la matrice extracellulaire (ECM) peut également contribuer à l'autofluorescence en raison des propriétés intrinsèques du collagène et de l'élastine[1].

En général, les protéines contenant une quantité accrue en acides aminés tryptophane, tyrosine et phénylalanine présentent un certain degré d'autofluorescence[2].

L'autofluorescence se produit également dans les matériaux non biologiques, présents dans de nombreux papiers et textiles. L'autofluorescence à partir de monnaie papier américaine a été démontrée comme pouvant discerner la fausse monnaie de l'authentique[3].

Organismes autofluorescents

L'autofluorescence a été observée chez des perroquets (par exemple, Melopsittacus undulatus), des scorpions (Centruroides vittatus), des caméléons (Calumma spp.), des grenouilles (Hypsiboas punctatus), des vers ronds (Caenorhabditis elegans), des cnidaires (Anemonia sulcata) et des tardigrades[4]. L'intérêt fonctionnel de ce phénomène n'est souvent pas connu. Chez les perroquets, il peut constituer un signal visuel à l'attention de partenaires potentiels[5]. Chez le tardigrade Paramacrobiotus BLR, il confère une exceptionnelle tolérance aux rayons ultraviolets[4].

Microscopie
Une image multispectrale de tissu d'un intestin de souris, montrant comment l'autofluorescence peut masquer plusieurs signaux de fluorescence.

L'autofluorescence interfère avec la détection de signaux fluorescents spécifiques, en particulier lorsque les signaux d'intérêt sont très faibles : elle rend visibles des structures autres que celles d'intérêt.

Dans certains microscopes (principalement des microscopes confocaux), il est possible d'utiliser différentes durées de vie des états excités des marqueurs fluorescents ajoutés et des molécules endogènes pour exclure la majeure partie de l'autofluorescence.

Microscopie à super-résolution en autofluorescence / image en nanoscopie optique de structures cellulaires invisibles avec la microscopie optique confocale.

Dans quelques cas, l'autofluorescence peut en fait éclairer les structures d'intérêt ou servir d'indicateur utile de diagnostic[1].

Par exemple, l'autofluorescence cellulaire peut être utilisée comme indicateur de cytotoxicité sans avoir besoin d'ajouter des marqueurs fluorescents[6].

L'autofluorescence de la peau humaine peut être utilisée pour mesurer le niveau de produits finaux de glycation avancée (en) (AGE), qui sont présents en plus grandes quantités durant plusieurs maladies humaines[7].

Les systèmes d'imagerie optique qui utilisent l'imagerie multispectrale peuvent réduire la dégradation du signal causée par l'autofluorescence tout en ajoutant des capacités de multiplexage améliorées [8].

La microscopie à super-résolution SPDM a révélé des objets cellulaires autofluorescents qui ne sont pas détectables dans des conditions d'imagerie par fluorescence conventionnelles[9].

Molécules autofluorescentes
Autofluorescence dans la peau de banane sous différentes conditions d'illumination.
Molécule
 Excitation (nm)
Pic de fluorescence (nm)
 Organismes
 Référence
NAD(P)H 340 450 Tous [10]
Chlorophylle 465 / 665 673 / 726 Plants
Collagène 270-370 305-450 Animaux [10]
Rétinol 500 Animaux & bactéries [11]
Riboflavine 550 Tous [11]
Cholécalciférol 380-460 Animaux [11]
acide folique 450 Tous [11]
Pyridoxine 400 Tous [11]
Tyrosine 270 305 Tous [2]
Dityrosine 325 400 Animaux [2]
Agrégat de type excimère 270 360 Animaux collagène[2]
Adduit de glycation 370 450 Animaux [2]
Indolamine Animaux
Lipofuscine 410-470 500-695 Eucaryotes [12]
Lignine, a polyphenol 335 / 488 455 / 535 Plantes [13]
Tryptophan (en) 280 300-350 Tous
Flavine 380-490 520-560 Tous
Mélanine 340–400 360–560 Animaux [14]

Voir aussi

Notes et références
  1. (en) Monici M., Cell and tissue autofluorescence research and diagnostic applications, vol. 11, Amsterdam, Elsevier, coll. « Biotechnology Annual Review », , 227–56 p. (ISBN 978-0-444-51952-8, PMID 16216779, DOI 10.1016/S1387-2656(05)11007-2, lire en ligne)
  2. Julian M. Menter, « Temperature dependence of collagen fluorescence », Photochem. Photobiol. Sci., vol. 5, no 4,‎ , p. 403–410 (PMID 16583021, DOI 10.1039/b516429j)
  3. Thomas Chia et Michael Levene, « Detection of counterfeit U.S. paper money using intrinsic fluorescence lifetime », Optics Express, vol. 17, no 24,‎ , p. 22054–22061 (PMID 19997451, DOI 10.1364/OE.17.022054, lire en ligne)
  4. (en) Harikumar R. Suma, Swathi Prakash et Sandeep M. Eswarappa, « Naturally occurring fluorescence protects the eutardigrade Paramacrobiotus sp. from ultraviolet radiation », Biology Letters (en),‎ (DOI 10.1098/rsbl.2020.0391).
  5. (en) Kathryn E. Arnold, Ian P. F. Owens et N. Justin Marshall, « Fluorescent signaling in parrots », Science, vol. 295, no 5552,‎ , p. 92 (DOI 10.1126/science.295.5552.92).
  6. Fritzsche M, Mandenius CF, « Fluorescent cell-based sensing approaches for toxicity testing », Anal Bioanal Chem, vol. 398, no 1,‎ , p. 181–91 (PMID 20354845, DOI 10.1007/s00216-010-3651-6)
  7. Gerrits EG, Smit AJ, Bilo HJ, « AGEs, autofluorescence and renal function », Nephrol. Dial. Transplant., vol. 24, no 3,‎ , p. 710–3 (PMID 19033250, DOI 10.1093/ndt/gfn634, lire en ligne, consulté le )
  8. James R. Mansfield, Kirk W. Gossage, Clifford C. Hoyt, and Richard M. Levenson "Autofluorescence removal, multiplexing, and automated analysis methods for in-vivo fluorescence imaging" J. Biomed. Opt., Vol. 10, 041207 (2005)
  9. Kaufmann R, Müller P, Hausmann M, Cremer C, « Imaging label-free intracellular structures by localisation microscopy », Micron,‎ (DOI 10.1016/j.micron.2010.03.06)
  10. Georgakoudi I, Jacobson BC, Müller MG, Sheets EE, Badizadegan K, Carr-Locke DL, Crum CP, Boone CW, Dasari RR, Van Dam J, Feld MS, « NAD(P)H and collagen as in vivo quantitative fluorescent biomarkers of epithelial precancerous changes », Cancer Res., vol. 62, no 3,‎ , p. 682–687 (PMID 11830520)
  11. Zipfel WR, Williams RM, Christie R, Nikitin AY, Hyman BT, Webb WW, « Live tissue intrinsic emission microscopy using multiphoton-excited native fluorescence and second harmonic generation », Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 100, no 12,‎ , p. 7075–7080 (PMID 12756303, PMCID 165832, DOI 10.1073/pnas.0832308100)
  12. Schönenbrücher, Holger, « Fluorescence-Based Method, Exploiting Lipofuscin, for Real-Time Detection of Central Nervous System Tissues on Bovine Carcasses », Journal of Agricultural and Food Chemistry, vol. 56, no 15,‎ , p. 6220–6226 (PMID 18620407, DOI 10.1021/jf0734368)
  13. Llyod Donaldson et Nari Williams, « Imaging and Spectroscopy of Natural Fluorophores in Pine Needles », Plants, vol. 7, no 1,‎ , p. 10 (PMID 29393922, PMCID 5874599, DOI 10.3390/plants7010010)
  14. James M. Gallas et Melvin Eisner, « Fluorescence of Melanin-Dependence upon Excitation Wavelength and Concentration », Photochem. Photobiol., vol. 45, no 5,‎ , p. 595–600 (DOI 10.1111/j.1751-1097.1987.tb07385.x)
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