Chémostat

L'une des caractéristiques les plus importantes des chémostats est que les micro-organismes peuvent y être cultivés dans un état physiologique stable en conditions environnementales constantes. Dans cet état d'équilibre, la croissance se produit à un taux de croissance spécifique constant et tous les paramètres de culture restent constants (volume de culture, concentration en oxygène dissous, concentrations en nutriments et en produits, pH, densité cellulaire, etc). De plus, les conditions environnementales peuvent être contrôlées par l'expérimentateur[4]. Les micro-organismes qui se développent dans les chémostats atteignent généralement un état d'équilibre en raison d'une rétroaction négative entre le taux de croissance et la consommation de nutriments : si un faible nombre de cellules sont présentes dans le bioréacteur, les cellules peuvent croître à des taux de croissance supérieurs au taux de dilution car elles consomment peu de nutriments. La croissance est donc moins limitée par l'ajout d'un nutriment limitant dans le milieu frais entrant. Le nutriment limitant est un nutriment essentiel à la croissance, présent dans le milieu à une concentration limite (tous les autres nutriments sont généralement apportés en excédent). Cependant, plus le nombre de cellules augmente, plus le nutriment est consommé, ce qui diminue la concentration du nutriment limitant. À son tour, cela réduira le taux de croissance spécifique des cellules, ce qui entraînera une diminution du nombre de cellules à mesure qu'elles continueront d'être retirées du système avec l'écoulement. Il en résulte un "état d'équilibre", ou régime permanent (steady state en anglais). En raison de l'autorégulation, l'état stationnaire est stable. Cela permet à l'expérimentateur de contrôler le taux de croissance spécifique des micro-organismes en modifiant la vitesse de la pompe alimentant le milieu frais dans le récipient.

Une autre caractéristique importante des chémostats et autres systèmes de culture continue est qu'ils sont bien mélangés, de sorte que les conditions environnementales soient homogènes ou uniformes et que les micro-organismes soient dispersés au hasard et se rencontrent au hasard. Par conséquent, la compétition et les autres interactions dans le chémostat sont globales et non locales, contrairement aux biofilms.

Le taux d'échange de nutriments est exprimé comme le taux de dilution D. À l'état d'équilibre, le taux de croissance spécifique μ du micro-organisme est égal au taux de dilution D. Le taux de dilution est défini comme le débit de milieu par unité de temps F, sur le volume V de culture dans le bioréacteur.

${\displaystyle D={\frac {\text{débit moyen}}{\text{volume de culture}}}={\frac {F}{V}}}$

Le taux de croissance spécifique μ est inversement proportionnel au temps nécessaire à la biomasse pour doubler, appelé temps de doublement t_d :

${\displaystyle \mu ={\frac {\ln 2}{t_{d}}}}$

Par conséquent, le temps de doublement t_d devient une fonction du taux de dilution D en régime permanent :

${\displaystyle t_{d}={\frac {\ln 2}{D}}}$

Chaque micro-organisme poussant sur un substrat particulier a un taux de croissance spécifique maximal μ_max (le taux de croissance observé si la croissance est limitée par des contraintes internes plutôt que par des nutriments externes). Si un taux de dilution supérieur à μ_max est choisi, les cellules ne peuvent pas croître à une vitesse aussi rapide que la vitesse à laquelle elles sont retirées, de sorte que la culture ne pourra pas se maintenir dans le bioréacteur et sera éliminée dans l'effluent.

Cependant, étant donné que la concentration du nutriment limitant dans le chémostat ne peut pas dépasser la concentration dans le milieu affluent, le taux de croissance spécifique que les cellules peuvent atteindre dans le chémostat est généralement légèrement inférieur au taux de croissance spécifique maximal, car le taux de croissance spécifique augmente généralement avec la concentration en nutriments, tel que décrite par la cinétique de l'équation de Monod[5]. Les taux de croissance spécifiques les plus élevés (μ_max) que les cellules peuvent atteindre sont égaux au taux de dilution critique (D'_c) :

${\displaystyle D=\mu _{\max }{S \over K_{S}+S},}$

où S est le substrat ou la concentration en nutriments dans le chémostat, et K_S est la constante de demi-saturation (cette équation suppose une cinétique de Monod).

En recherche scientifique, les chémostats sont utilisés pour des études en biologie cellulaire, lorsque l'on a besoin d'utiliser de grands volumes de cellules ou de protéines uniformes. Le chémostat est souvent utilisé pour recueillir des données sur l'état d'équilibre d'un organisme afin de générer un modèle mathématique relatif à ses processus métaboliques. Les chémostats sont également utilisés comme microcosmes en écologie[6] - [7] et en biologie évolutive[8] - [9] - [10] - [11]. Dans un cas, la mutation/sélection est une nuisance, dans l'autre cas, c'est le processus souhaité qui est étudié. Les chémostats peuvent également être utilisés pour enrichir des types spécifiques de mutants bactériens en culture tels que les auxotrophes ou ceux qui sont résistants aux antibiotiques ou aux bactériophages pour une étude scientifique plus approfondie[12]. Les variations du taux de dilution permettent d'étudier les stratégies métaboliques poursuivies par les organismes à différents taux de croissance[13] - [14].

La compétition pour les ressources uniques et multiples, l'évolution des voies d'acquisition et d'utilisation des ressources, le cross-feeding et la symbiose[15] - [16], l'antagonisme, la prédation et la compétition entre prédateurs sont autant de processus ayant été étudiés en écologie et en biologie évolutive à l'aide de chémostats[17] - [18] - [19].

Les chémostats sont fréquemment utilisés dans la fabrication industrielle d'éthanol. Dans ce cas, plusieurs chémostats sont utilisés en série, chacun maintenu à des concentrations décroissantes en sucre[20]. Le chémostat sert également de modèle expérimental pour les cultures cellulaires continues dans l'industrie biotechnologique[14].

• La concentration à l'état d'équilibre du substrat limitant dans le chémostat est indépendante de la concentration de l'influx. La concentration de l'influx affectera la concentration cellulaire et donc la densité optique (DO) à l'état d'équilibre.
• Même si la concentration de substrat limite dans le chémostat est généralement très faible et est maintenue par des impulsions d'influx discrètes hautement concentrées, en pratique, la variation temporelle de la concentration dans le chémostat est faible (quelques pour cent ou moins) et peut donc être considérée comme état quasi-stationnaire.
• Le temps nécessaire à la (DO) pour converger vers une valeur d'état d'équilibre (dépassement/sous-dépassement) sera souvent long (renouvellements multiples de chémostats), en particulier lorsque l'inoculum initial est important. Mais ce temps peut être minimisé avec un choix de paramètres approprié.

• Un chémostat peut sembler être dans un état stable, mais des prises de contrôle par des souches mutantes peuvent se produire en continu, même si elles ne sont pas détectables en surveillant des paramètres à grande échelle comme la DO ou les concentrations de produits.
• Le substrat limitant est généralement à des concentrations si faibles qu'il est indétectable. En conséquence, la concentration du substrat limitant peut varier considérablement au fil du temps (en pourcentage) à mesure que différentes souches envahissent la population, même si les changements résultants de la DO sont trop faibles pour être détectés.
• Un chémostat en mode "pulse" (avec de très grandes impulsions d'influx) a une capacité sélective sensiblement inférieure à un chémostat quasi-continu standard, pour une souche mutante avec une aptitude accrue dans des conditions limitantes.
• En abaissant brusquement la concentration de substrat limitant l'influx, il est possible de soumettre temporairement les cellules à des conditions relativement plus dures, jusqu'à ce que le chémostat se stabilise à l'état d'équilibre (sur l'ordre temporel du taux de dilution D).

• Certains types de souches mutantes apparaîtront rapidement.
  • S'il existe un SNP qui peut augmenter l'aptitude, il devrait apparaître dans la population après seulement quelques doublements de chémostat, pour des chémostats typiquement grands (par exemple 10¹¹ cellules d'E. coli).
  • Une souche qui nécessite deux SNP spécifiques où seule leur combinaison donne un avantage sélectif (alors que chacun pris séparément est neutre), est susceptible d'apparaître uniquement si la taille cible (le nombre d'emplacements différents de SNP qui donnent lieu à une mutation avantageuse) pour chaque SNP est très grande.
• D'autres types de souches mutantes (par exemple, deux SNP avec une petite taille cible, plus de SNP ou dans des chémostats plus petits) sont très peu susceptibles d'apparaître.
  • Ces autres mutations ne sont attendues que par balayages successifs de mutants ayant un avantage sélectif. On ne peut s'attendre à ce que plusieurs mutants apparaissent que si chaque mutation est indépendamment bénéfique, et non dans les cas où les mutations sont individuellement neutres mais ensemble avantageuses. Les prises de contrôle successives sont le seul moyen fiable pour que l'évolution puisse suivre son cours dans un chémostat.
• Le scénario apparemment extrême il est exigé que tous les SNP possibles coexistent au moins une fois dans le chémostat est en fait assez probable. Un grand chémostat est très susceptible d'atteindre cet état.
• Pour un grand chémostat, le temps prévu jusqu'à ce qu'une mutation avantageuse se produise est de l'ordre du temps de renouvellement du chémostat. À noter que cela est généralement beaucoup plus court que le temps nécessaire à une souche avantageuse pour prendre en charge la population chémostatique. Ce n'est pas nécessairement le cas dans un petit chémostat.
• Les points ci-dessus devraient être applicables à différentes espèces à reproduction asexuée (E. coli, S. cerevisiae, etc).
• De plus, le temps jusqu'à l'apparition de la mutation est indépendant de la taille du génome, mais dépend du taux de mutation par paire de bases.
• Pour les chémostats de taille caractéristique, une souche hyper-mutante ne donne pas suffisamment d'avantages pour justifier son utilisation. De plus, elle n'a pas suffisamment d'avantage sélectif pour qu'on s'attende à ce qu'elle apparaisse toujours par mutation aléatoire et prenne le relais du chémostat.

• Le temps de prise de contrôle est prévisible compte tenu des paramètres de souche pertinents.
• Différents taux de dilution favorisent sélectivement différentes souches mutantes pour prendre contrôle de la population du chémostat, si une telle souche existe. Par exemple :
  • Un taux de dilution rapide crée une pression de sélection pour une souche mutante avec un taux de croissance maximal élevé.
  • Un taux de dilution moyen crée une pression de sélection pour une souche mutante avec une affinité plus élevée pour le substrat limitant.
  • Un taux de dilution lent crée une pression de sélection pour une souche mutante qui peut se développer dans un milieu sans substrat limitant (vraisemblablement en consommant un substrat différent présent dans le milieu).
• Le temps de prise de contrôle d'un mutant supérieur sera assez constant sur une gamme de paramètres de fonctionnement. Pour les valeurs de fonctionnement caractéristiques, le temps de prise en charge est de l'ordre de quelques jours à quelques semaines.

• Lorsque les conditions sont réunies (une population suffisamment importante et plusieurs cibles dans le génome pour de simples mutations avantageuses), plusieurs souches devraient successivement prendre le contrôle de la population, et ce de manière relativement chronométrée et rythmée. Le moment dépend du type de mutations.
• Dans une succession de prises de contrôle, même si l'amélioration sélective de chacune des souches reste constante (par exemple, chaque nouvelle souche est meilleure que la souche précédente d'un facteur constant), le taux de prise de contrôle ne reste pas constant, mais diminue plutôt de souche en souche.
• Il existe des cas où les prises de contrôle successives se produisent si rapidement qu'il est très difficile de différencier les souches, même en examinant la fréquence des allèles. Ainsi, une lignée de multiples prises de contrôle de souches consécutives pourrait apparaître comme la prise de contrôle d'une seule souche avec une cohorte de mutations.